Zellanalytik

Leistungsfähige Verfahren für die Analyse von Zellen ermöglichen einen immer tieferen Einblick in zellbiologische Vorgänge und bilden so die Grundlage für viele medizinische und biotechnologische Anwendungen. Unsere zellanalytische Abteilung bietet einen breiten Bereich an Methoden zur Kultivierung und Analyse von primären Zellen und Zelllinien. Mit modernsten Geräten und Mikroskopen ausgestattete Zellkulturlabore der Sicherheitsstufe S1 oder S2 ermöglichen u.a. das Arbeiten mit Blut und vielen anderen biologischen Zellproben. Wir entwickeln kundenspezifische Verfahren gemäß Ihrer individuellen Anforderungen und Vorgaben und unterstützen Sie bei Ihren präklinischen Forschungsprojekten sowie Arzneimittel- oder Medizinprodukte-Prüfungen.

Dynamische Blutverträglichkeitstests

Hämokompatibilität
© Fraunhofer IZI-BB

Stent mit Halterungsvorrichtung und Einweg-Probenbehältnis. Unsere innovativen Testsysteme zur Bestimmung der Hämokompatitbilität kardiovaskulärer Implantate ermöglichen Untersuchungen unter sehr kontrollierten Strömungsbedingungen und erlauben so die Analyse von scherratenabhängigen Reaktionen des Blutes.

Im Zuge der Entwicklung bioverträglicher Implantatoberflächen sind Zellkultur-basierte Testsysteme ein wichtiges diagnostisches Werkzeug, um die Interaktion der neuen Materialien mit lebendem Gewebe mit geringem Aufwand beurteilen zu können. Im Falle von kardiovaskulären Implantaten stellen strömungsabhängige Reaktionen z.B. des Gerinnungssystems besondere Herausforderungen an die Testumgebung, da hier Parameter wie Probengeometrie, Flussraten und Strömungsverhältnisse berücksichtigt werden müssen.

Ziel des laufenden Projektes ist die Entwicklung von fluidischen Testständen, mit denen die Hämokompatibilität von Beschichtungen kardiovaskulärer Implantate sowie die Hämokompatibilität ganzer Implantatbausteine effizient und parallelisiert, unter kontrollierten Versuchsbedingungen (z.B. Strömung, Medienzusammensetzung etc.) sowie mit geringerem Materialaufwand als bisher in vitro evaluiert werden kann.

Analyse von Chemotaxis in mikrofluidischen Systemen

Chemotaxis
© Fraunhofer IZI-BB

Phasenkontrastaufnahme der Migration von HFF1-Zellen im Konzentrationsgradienten mit Plot der entsprechenden Trajektorien. Mit fluoreszenzoptischen Methoden können Veränderungen des Zytoskeletts während der Ausbildung von Lamellipodien dynamisch verfolgt werden. Maßbalken: 50 µm.

Chemotaxis bezeichnet die gerichtete Migration von Zellen im Konzentrationsgradienten einer stimulierenden Substanz und spielt eine zentrale Rolle bei vielen wichtigen biologischen Prozessen wie Embryonalentwicklung, Immunabwehr oder Krebs. Das Verständnis der zugrundeliegenden molekularen Mechanismen ist essentiell, wenn neue, an diesen Prozessen ansetzende Wirkstoffe entwickelt werden sollen. Leider können mit klassischen Chemotaxis-Assays die experimentellen Rahmenbedingungen zur Untersuchung von Chemotaxis oft nur unzureichend kontrolliert werden. Um diese Limitationen zu überwinden, verwenden wir mikrofluidische Systeme, mit denen hochgradig stabile Konzentrationsgradienten erzeugt und die Migration der stimulierten Zellen über Stunden dynamisch erfasst werden kann. Die Gradienten werden dabei unter laminaren Strömungsbedingungen durch Diffusion zwischen zwei parallelen Teilströmungen generiert. Durch die Variation von Strömungsgeschwindigkeiten kann die Steilheit des Gradienten eingestellt und dieser an verschiedenen Positionen im mikrofluidischen Kanal positioniert werden. Hierdurch kann die Stimulation von Zellen mit löslichen Faktoren örtlich und zeitlich sehr flexibel variiert und an die jeweiligen Versuchsbedingungen angepasst werden.

Calcium-Signale in Einzelzellen

Einzelzell-Analytik
© Fraunhofer IZI-BB

Gezielte Kontaktierung einer einzelnen T-Zelle mit einem funktionalisierten Mikropartikel in einem Mikrokanal. Der durch die Bindung der Zelle an die Partikeloberfläche ausgelöste Anstieg der intrazellulären Ca2+-Konzentration wurde mit einem Calcium-sensitiven Fluoreszenzfarbstoff gemessen.

Die Wechselwirkung von Zellen mit ihrer Umgebung ist ein wirkungsvoller Mechanismus, zelluläre Zustände in vivo zu kontrollieren. Für die Entschlüsselung der dabei beteiligten Signaltransduktionsprozesse müssen definierte Ereignisse entlang der zellulären Signalkaskade erfasst und ihre wechselseitige Beziehung zueinander aufgeklärt werden. Dies kann von Ensemble-Messungen nicht geleistet werden, da die Mittelung biologischer Daten immer eine Missachtung der Variabilität des Antwortverhaltens individueller Zellen darstellt und dadurch verschwommene Resultate liefert. Nur eine Multiparameteranalyse auf Einzelzellebene kann die entscheidenden Informationen liefern, die für ein detailliertes Verständnis zellulärer Signalwege unabdingbar sind. In unserer Arbeitsgruppe entwickeln wir Techniken und Verfahren, mit denen die Mikroumgebung einzelner Zellen gezielt manipuliert werden kann, wodurch den Zellen lösliche bzw. oberflächengebundene Stimuli individuell und sehr kontrolliert präsentiert werden können. Die dabei ausgelösten zellulären Signaltransduktionsprozesse werden auf unterschiedlichen zeitlichen Ebenen analysiert. So können wichtige biologische Prozesse wie interzelluläre Kommunikation oder die Differenzierung von Zellen sehr präzise und unter reproduzierbaren Umgebungsbedingungen untersucht werden.

Analyse von Differenzierungsprozessen und »künstliche Stammzellnischen«

Stammzellen
© Fraunhofer IZI-BB

In einem mikrofluidischen System in einen neuronalen Phänotyp differenzierte Stammzellen. Fortsätze neuraler Zellen breiteten sich sternförmig von einem dichten Zellcluster aus. Nachweis neuronaler Zellen durch β-III-Tubulin (grün) und Aktin (rot).

Wie wir heute wissen, wird die Differenzierung von Stammzellen im Organismus stark über ihre Mikro-Umgebung kontrolliert. Dabei spielen andere Zellarten sowie extrazelluläre Proteine eine zentrale Rolle. Über Veränderungen dieser sogenannten »Nische« wird der Stammzelle ein Signal gegeben, z.B. zu ruhen, sich zu vermehren oder zu differenzieren.

Leider ist die Beobachtung solcher Abhängigkeiten technisch schwierig, da man nicht mit einer flachen Schicht Zellen in Kultur arbeitet, sondern im werdenden Embryo oder im ausgewachsenen Organismus versuchen muss, einzelne Zellen zu verfolgen, zu mikroskopieren, zu färben und zu manipulieren, ohne einen unerwünschten Einfluss auf sie auszuüben. Dies wird teilweise an einfachen Organismen wie C. elegans (Fadenwurm) und D. melanogaster (Fruchtfliege) durchgeführt. An komplexeren Systemen, besonders im Menschen, hat man jedoch unüberwindbare Schwierigkeiten.

Wir entwickeln Ansätze, um die »Nische« von Stammzellen künstlich nachzubilden und sie so unter ein Mikroskop zu exportieren. Damit wird es möglich das Verhalten einzelner Stammzellen in ihrer physiologischen Umgebung zu studieren und wertvolle Erkenntnisse über Grundlagen wie Möglichkeiten zur Beeinflussung der Stammzell-Differenzierung zu gewinnen. Ein fernes Ziel ist dabei die kontrollierte Differenzierung und Präparation einzelner Zellen im Chipformat.

  • Etablierung von funktionalen Zell-Assays (z.B. Proliferation, Zytotoxizität, Chemotaxis, Neuritenwachstum, Stammzelldifferenzierung, Intrazelluläres Calcium, Intrazellulärer pH, etc.)
  • Optische Mikroskopie auf High End-Niveau (z.B. hoch lichtempfindliche Fluoreszenzmessungen, Zeitaufgelöste Fluoreszenzmikroskopie lebender Zellsysteme etc…)
  • Expressionsanalyse mittels Immunfärbungen und Western Blots
  • Detektion und Quantifizierung von zellulären und proteinergen Blutbestandteilen


  • Konfokales Laser-Scanning-Mikroskop (Zeiss LSM510)
  • Vollautomatisierte Fluoreszenzmikroskope mit Klimaeinrichtung temperierten Objekttischen zur Langzeitbeobachtung lebender Zellen (Olympus Cell^R)
  • Durchlicht- und Auflichtmikroskopie mit Hellfeld-, Phasenkontrast-, Fluoreszenz-, Polarisations- und Totalreflexionseinrichtung (TIRFM)
  • Durchflusszytrometrie
  • 200 m² vollausgestatteter Zellzuchtbereich, Blutarbeitsplatz, S1- und S2-Labore

  • Habaza M, Kirschbaum M, Guernth-Marschner C, Dardikman G, Barnea I, Korenstein R, Duschl C, Shaked NT. Rapid 3D Refractive-Index Imaging of Live Cells in Suspension without Labeling Using Dielectrophoretic Cell Rotation. Adv. Sci. (2017), 4, 1600205
  • Kirschbaum M, Jaeger MS, Duschl C. Measurement of surface-mediated Ca2+ transients on the single-cell level in a microfluidic Lab-on-a-Chip environment. Methods Mol Biol. (2015);1272:247-56
  • Schreml S, Meier RJ, Kirschbaum M et al. Luminescent Dual Sensors Reveal Extracellular pH-Gradients and Hypoxia on Chronic Wounds That Disrupt Epidermal Repair. Theranostics. (2014), 4, S. 721-735.
  • Renner A, Jaeger MS, Lankenau A, Duschl C. Position-dependent chemotactic response of slowly migrating cells in sigmoidal concentration profiles. Appl Phys A. (2013), 112(3), 637-645.
  • Kirschbaum M, Jaeger MS, Duschl C. Correlating short-term Ca2+ responses with long-term protein expression after activation of single T cells. Lab Chip. (2009), 9, 3517-3525.
  • Kirschbaum M, Jaeger MS, Schenkel T, Breinig T, Meyerhans A, Duschl C. T cell activation on a single-cell level in dielectrophoresis-based microfluidic devices. J Chromatogr A. (2008), 1202, 83–89.

  • Tel Aviv University, OMNI Group
  • Universitätsklinikum Regensburg
  • Universitätsklinikum Tübingen